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缺氧环境下自噬对内皮祖细胞迁移及凋亡的影响

更新时间:2009-03-28

内皮祖细胞(endothelial progenitor cells,EPCs)是血管内皮的前体细胞,主要参与了受损内皮的修复。EPCs从骨髓、脾脏等部位动员、迁移、归巢至血管损伤部位,在多种激素或细胞因子刺激下分化为成熟内皮细胞(endothelial cells,ECs)从而修复损伤血管,其作用在急性心肌梗死、缺血再灌注损伤、糖尿病视网膜病变、肢体缺血等血管病变中均有报道[1]。然而传统以EPCs移植为基础的细胞治疗,在移植后普遍面临缺血缺氧等恶劣环境[2],这导致移植后细胞存活率较低,制约了EPCs移植向临床的转化。因而明确EPCs在缺血缺氧等应激状态下的存活机制,对提高移植治疗效果、加强病理状态下的血管修复有积极的指导作用。自噬(autophagy)作为真核细胞降解胞内蛋白、细胞器的重要方式,对干细胞的发育、分化、存活和归巢都有重要作用[3-4]。本课题组前期研究发现自噬对氧化应激下EPCs的增殖存活发挥了保护作用[5],但缺氧环境下自噬对EPCs迁移、凋亡等过程有何作用还有待研究。因此,本实验旨在观察缺氧环境下自噬对EPCs迁移及凋亡的影响,初步探讨自噬在其中发挥的作用,为缺氧环境下EPCs移植修复血管提供新的理论依据。

1 材料与方法

1.1 主要试剂及仪器 DMEM培养基和胎牛血清(FBS)购自美国Gibco公司,EGM-2MV培养基购自瑞士Lonza公司,微管相关蛋白1轻链3(LC3)抗体、自噬相关蛋白-7(Atg7)抗体、SQSTM1(p62)抗体购自美国Cell Signal Technology公司,β-肌动蛋白(β-actin)抗体购自美国Santa Cruz公司,淋巴细胞分离液购自美国Sigma公司,Annexin V-PE和7-AAD染液购自中国凯基生物技术公司。Transwell小室(Corning公司,美国);倒置显微镜(Olympus公司,日本);细胞培养箱(Kendro公司,美国);激光共聚焦显微镜(Leica公司,德国);流式细胞仪(Beckman Coulter公司,美国)。

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1.2 EPCs的分离鉴定及培养 成年雄性SD大鼠由新桥医院实验动物中心提供。取大鼠胫、腓骨,PBS冲洗后收集骨髓腔冲洗液,密度梯度离心后将分离出的细胞接种于EGM-2MV的培养基中进一步培养。为证实EPCs的表型,我们采用荧光双染法鉴定EPCs,在培养的细胞中依次加入DiI-acLDL和FITC-UEA-I,通过流式细胞术双染阳性被确定为EPCs。

试验地位于祁连山东端的华藏林区,地理坐标为东经102°44′~103°08′、北纬37°11′~37°21′。林区地貌为高、中山区和低山丘陵,以低山丘陵区为主,山脉主要走向由西转向东北,地势南高北低,海拔在2700~3200m。气候为典型的大陆性寒冷干旱、半干旱气候,年均气温0.8℃,最低气温-12.2℃,最高气温11.3℃;极端最高气温26.7℃,极端最低气温-30.6℃。雨季集中分布在7、8月和9月上旬,年降雨量350~500mm,年蒸发量1400mm左右。试验地乔木林以青海云杉为主,另有少量的桦类、山杨等,林下仅有苔藓和少量低矮草本植物,少有灌木。

1.3 缺氧处理EPCs及分组 分离培养的EPCs每隔24h换液1次,待细胞密度为80%时,常规进行消化传代。为检测缺氧对EPCs迁移、凋亡及自噬水平的影响,我们将细胞分为4组:常氧培养组(即缺氧0h组),缺氧1h组,缺氧3h组和缺氧6h组;为检测缺氧环境下自噬对EPCs的作用,我们将细胞分为4组:常氧培养组(即缺氧0h组),缺氧3h组,缺氧3h+沉默Atg7(ShAtg7)组和ShAtg7组。常氧培养条件为:37℃、5%CO2、21%O2、74%N2常氧培养箱中常规培养,缺氧培养条件为:37℃、5%CO2、1%O2、94%N2低氧培养箱中低氧培养。

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1.4 流式细胞术检测凋亡率 按前述实验分组处理EPCs后,收集各组细胞上清液于对应离心管,PBS洗涤1次后用胰酶消化贴壁细胞1min,加入完全培养基终止消化,收集培养液与对应组的上清液细胞混合,1000×g离心3min,PBS洗涤2次后制备细胞悬液,加Annexin V-PE(AV-PE)和7-AAD染色,流式细胞仪检测各组EPCs凋亡率。

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自噬作为一种应激调控机制,在维持细胞正常功能中发挥着重要作用。既往研究表明适度激活的自噬可促进清除损伤的细胞器、细胞内代谢产物及突变基因,以延长细胞寿命[10]。近年来自噬与心血管疾病的联系逐渐受到关注,尤其在缺氧缺血性血管疾病、缺血再灌注损伤[7,11]等疾病中受到广泛研究,但自噬对于缺氧环境下EPCs的作用还有待进一步研究。目前关于缺氧激活细胞自噬的途径主要集中在对HIF-1α的研究上[12],HIF-1α被认为是缺氧激活自噬的始动因子。Wang[13]的研究指出,由HIF-1α介导的自噬可增加细胞凋亡及氧化应激反应,并且这种损伤可被自噬抑制剂3-MA所阻断。BNIP3/BNIP3L是缺氧诱导自噬发生的重要分子,缺氧时HIF-1α能使BNIP3/BNIP3L表达增加,竞争性地使Beclin-1从Bcl-2/Beclin-1复合体中解离并释放,Beclin-1通过PI3K/AKT途径调节下游多种自噬相关蛋白,从而激活缺氧诱导的自噬[11]。另外严重的缺氧可造成细胞内线粒体畸形和损伤,使线粒体内钙超载,同时产生并释放活性氧(ROS)、细胞色素C等物质,上调细胞凋亡蛋白酶(caspase),促进细胞凋亡或坏死[14],而自噬能清除受损线粒体及蛋白质,降低ROS细胞毒性,并维持细胞内能量稳定。上述为缺氧激活细胞自噬过程中可能存在的几种途径,在EPCs中仍有待进一步研究。

1.7 Transwell侵袭小室实验 取对数生长期的EPCs,调整细胞密度为3×104个/ml,在铺好胶的上室中加入200μl细胞悬液(不含血清),下室加入500μl含VEGF的EGM-2培养液,每组设3个复孔,按前述实验分组对EPCs进行孵育。孵育结束后从小室取出各组EPCs,4%多聚甲醛固定10min,PBS洗涤细胞3次,结晶紫染色10min,倒置显微镜下计数细胞数并拍照,随机选择视野进行统计分析。

1.8 统计学处理 采用SPSS 19.0软件对数据进行分析。实验数据以±s表示,多组间比较采用单因素方差分析(One-way ANOVA),进一步两两比较采用LSD-t检验,实验重复≥3次。P<0.05为差异有统计学意义。

2 结 果

2.1 缺氧对EPCs迁移能力的影响 取缺氧0、1、3、6h分组处理EPCs后,利用经典的Transwell小室迁移实验比较各组EPCs迁移能力的变化。结果显示,随着低氧暴露时间的延长,EPCs迁移能力逐渐降低。常氧培养组(即缺氧0h组),显微镜下平均每视野EPCs为50.6±5.2个,缺氧培养3h后平均每视野EPCs减少为36.60±3.36个(P<0.05),缺氧培养6h后平均每视野EPCs进一步减少为28.80±4.38个(P<0.05,图1)。

2.2 缺氧对EPCs凋亡的影响 我们用Annexin V-PE(AV-PE)和7-AAD双染色标记细胞,并采用流式细胞仪检测各组EPCs凋亡水平。结果显示,随着低氧暴露时间的延长,EPCs凋亡率逐渐升高。常氧培养组(即缺氧0h组)凋亡率为3.87%±0.55%,缺氧3h后凋亡率(6.85%±0.91%)明显升高(P<0.05),缺氧6h后凋亡率(9.60%±0.78%)较缺氧0h组进一步升高(P<0.05),与缺氧3h组相比凋亡率也有明显升高(P<0.05,图2)。

  

图1 缺氧对EPCs迁移的影响(Transwell小室)Fig.1 Influence of hypoxia on EPCs migration (Transwell chambers)

 

(1)P<0.05 compared with 0h, (2)P<0.05 compared with 3h

  

图2 缺氧对EPCs凋亡的影响(流式细胞仪)Fig.2 Influence of hypoxia on EPCs apoptosis (Flow cytometry)

 

(1)P<0.05 compared with 0h, (2)P<0.05 compared with 3h

2.3 缺氧对EPCs自噬的影响 Western blotting检测结果显示,随着缺氧时间的延长,EPCs自噬关键蛋白LC3-Ⅰ向LC3-Ⅱ的转化增加,LC3-Ⅱ/Ⅰ比值增大,在缺氧3h后差异有统计学意义(P<0.05),自噬泛素化底物p62逐渐减少,在缺氧3h后差异有统计学意义(P<0.05,图3)。根据迁移和凋亡结果,结合文献[6]报道,后续研究我们采用1%氧浓度培养3h作为缺氧模拟条件。

[2]Chong MS, Ng WK, Chan JK. Concise review: endothelial progenitor cells in regenerative medicine: applications and challenges[J]. Stem Cells Transl Med, 2016, 5(4): 530-538.

综上所述,本研究证实,缺氧可减弱EPCs的迁移能力并增加细胞凋亡,同时可激活EPCs自噬。通过适度正向调控EPCs自噬,可增强细胞迁移、抑制凋亡,从而提高EPCs生存能力。该结果将有助于为缺血再灌注损伤、缺血缺氧性心血管病等疾病治疗提供一种新的策略,也为后续的深入实验研究奠定了基础。

  

图3 缺氧对EPCs LC3-Ⅱ/Ⅰ及p62表达的影响(Western blotting)Fig.3 Influence of hypoxia on the expressions of LC3-Ⅱ/Ⅰ and p62 (Western blotting)

 

(1)P<0.05 compared with 0h, (2)P<0.05 compared with 3h

  

图4 沉默Atg7表达后缺氧对EPCs凋亡的影响Fig.4 Influence of hypoxia on EPCs apoptosis after silencing Atg7 expression

 

A-B. Using lentiviral vector (LV) carrying Atg7 shRNA to silence autophagy; (1)P<0.05 compared with control; (2)P<0.05 compared with VC. C-D. Using flow cytometry to detect hypoxia-induced EPCs apoptosis after silencing Atg7; (1)P<0.05 compared with hypoxia 0h; (2)P<0.05 compared with hypoxia 3h

  

图5 沉默Atg7表达后缺氧对EPCs迁移的影响(Transwell小室)Fig.5 Effects of hypoxia on EPCs migration after silencing Atg7 expression (Transwell chamber)

 

(1)P<0.05 compared with hypoxia 0h; (2)P<0.05 compared with hypoxia 3h

3 讨 论

本研究结果表明,缺氧环境下大鼠骨髓来源的EPCs迁移能力下降,细胞凋亡率升高,同时,缺氧使EPCs内LC3-Ⅱ/Ⅰ表达增高,p62表达降低,证实缺氧是自噬的重要激活因子[7]。沉默Atg7抑制自噬后发现,与缺氧3h组比较,缺氧3h+ShAtg7组的EPCs迁移能力进一步降低,细胞凋亡率进一步升高,说明自噬在缺氧造成的损伤中发挥了保护作用。EPCs迁移和凋亡都受到自噬的影响,因此,缺氧在抑制EPCs迁移、增加细胞凋亡的同时,激活的自噬可降低缺氧对EPCs的损伤,恢复部分EPCs迁移并减少凋亡,增加EPCs的存活率。

缺氧激活的自噬与细胞凋亡及迁移联系紧密。研究发现缺氧环境下AKT和NF-κB通路对调控EPCs迁移和内皮分化发挥着重要作用[15],同时细胞自噬与凋亡存在共同通路,例如通过PI3K/AKT/mTOR途径调节细胞凋亡与自噬,且PI3K/AKT/eNOS途径对EPCs动员、迁移及分化都发挥着重要作用[16]。适度的低氧可激活自噬,清除细胞内的变形蛋白及衰老细胞器并提供细胞代谢所需的原材料,促进细胞在缺氧环境下的生存。然而,当缺氧暴露时间持续延长或程度加重时,自噬将被过度激活,细胞将出现自我消化,进一步导致细胞自噬性死亡或者凋亡[17-18]。因此,自噬作为一把双刃剑,在保护细胞的同时也可能对细胞产生不良影响。在本研究中,我们并未采用传统自噬诱导剂如mTOR抑制剂(雷帕霉素)、IP3R阻滞剂[19](Xestospongin C),因为此类自噬诱导剂常造成细胞自噬激活过度,引起细胞内细胞器及蛋白过度降解,导致细胞自噬性死亡或者凋亡的发生[20],从而掩盖自噬对细胞的保护性作用。在后续的研究中,我们将进一步筛选及探讨激活自噬的药物,通过调控适度的自噬从而达到保护应激环境下EPCs生物学功能的作用。

1882年由本特里公司(Bentley’s)出版的首部奥斯汀小说全集将奥斯汀的形象与英格兰农村的建筑——乔顿乡村教堂和史蒂文屯牧师住宅的木刻画——联系起来。这种将“奥斯汀”与田园古宅相连的传统还传达了奥斯汀对乡村农舍的由衷喜爱。这里需要指出的是,奥斯汀主要描绘的农舍不是穷苦的农舍农的居所,而是达什伍德太太这样落魄乡绅阶层,或是埃德蒙·伯伦特等这样的牧师,或是韦斯特先生这样的新兴力量所居住的新农舍。虽然比不上庄园的豪华与现代,却也方便、舒适,功能齐全。

1.6 自噬相关蛋白Atg7沉默 慢病毒载体(LV) Atg7 shRNA由汉恒生物技术(上海,中国)构建。在骨髓来源的单核细胞(BMNCs)播种2d后,按照感染复数(multiplicity of infection,MOI)为100加入病毒。转染液培养基在48h后换为新鲜培养基继续培养。Western blotting检测分为空白对照组(control)、空载组(vector control,VC)及ShAtg7组,以期验证EPCs中Atg7的敲减效率。

在人体的大部分组织中,氧浓度低于3%被视为是一种低氧环境[8],本研究采用的是1%氧浓度的低氧培养箱处理细胞,由于长期缺氧可导致细胞大量死亡,使自噬作用难以体现,因此本研究采用短期缺氧处理1、3、6h后观察EPCs迁移能力及凋亡数目变化。文献报道处于胚胎期及骨髓内的EPCs常处在低氧状态[9],当血管受损等发生时,EPCs动员至损伤处分化为内皮细胞,缺氧可以明显增强缺氧诱导因子(HIF-1α)、趋化因子受体4(CXCR4)、VEGF等因子的表达,从而提高EPCs迁移、分化、增殖能力[6],因此缺氧预处理EPCs可增强细胞的抗凋亡能力。但是,缺氧预处理对EPCs生物学功能影响的最佳时间条件不甚明确,这可能与体内缺氧环境有多种神经体液调节共同作用有关。本实验中,使用1%氧浓度缺氧处理3h后即对EPCs的迁移及凋亡产生明显影响,说明体外环境下短期低氧处理即可激活EPCs凋亡通路并抑制迁移相关蛋白,使EPCs迁移能力减弱,凋亡增加。

同时,我们利用Tanswell小室再次检测抑制自噬后细胞迁移数目的改变,结果显示,缺氧3h组EPCs迁移数目(34.00±3.53)明显低于缺氧0h组(47.80±7.50,P<0.05),缺氧3h+ShAtg7组EPCs迁移数目(23.60±3.51)与缺氧3h组相比,EPCs迁移数目进一步减少(P<0.05,图5)。

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2.4 缺氧激活的自噬在EPCs迁移和凋亡中作用我们采用慢病毒转染方式稳定沉默自噬蛋白Atg7,Western blotting验证Atg7被成功敲除,空载组(vector-control,VC)Atg7表达差异无统计学意义(P>0.05),LC3-Ⅱ/Ⅰ和p62表达变化证实沉默Atg7后自噬被成功抑制(图4A、B)。我们再次利用流式细胞仪分析抑制自噬后细胞凋亡率的改变,结果显示,缺氧3h组EPCs凋亡率(6.68%±0.95%)与缺氧0h组(3.45%±0.79%)比较明显升高(P<0.05);缺氧3h+ShAtg7组EPCs凋亡率(8.41%±1.08%)与缺氧3h组相比,凋亡率进一步升高(P<0.05,图4C、D)。

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其诗题有《乡人或病予诗多道蜀中遨乐之盛,适春日游镜湖,共请赋山阴风物,遂即杯酒间作四绝句,却当持以夸西州故人也》。

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事实上,假设子列{xnk}是关于ρπ的Cauchy-列,且收敛到0,则对任意的0<ε<1,存在N,使得当s,t>N时,令t→∞,则有矛盾,因此δ=0的情况不存在。

1.5 Western blotting检测 收集各组细胞,预冷PBS洗涤3次,加入细胞裂解液,离心后提取总蛋白,BCA蛋白定量试剂盒测定样本蛋白质浓度。按每泳道50μg上样量,进行10% SDS-PAGE电泳后,转至PVDF膜;5%脱脂奶粉室温封闭1h后,加入一抗在4℃条件下孵育过夜(一抗采用LC3、p62和β-actin,1:1000),TBST洗涤3次,加入二抗标记有辣根过氧化物酶标记的羊抗兔IgG抗体(1:5000),37℃室温孵育1h,TBST洗涤3次,ECL显影,利用Image J软件进行半定量分析。

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这是《宋书·谢灵运传》全文所载的谢灵运的《山居赋》的部分内容,所描述的是作者祖父谢玄所开拓、作者所扩建的“始宁墅”山居庄园的景致,“可以说是两晋、南北朝时期所兴起的自然、田园诗文的代表作;它同时表达了当时风行的自然审美观和园林观;赋中涉及园林创作的利用自然以及对景、借景等景象组织的处理”[8](P421)。

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余森,杨杰,张继航,黄岚
《解放军医学杂志》 2018年第04期
《解放军医学杂志》2018年第04期文献

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